Photosynthetic inorganic carbon utilization strategies and their ecological adaptability in aquatic plants
-
摘要:
水生维管植物经历了从陆生向水生的“回归”演化，这个过程伴随着周围环境的一系列巨大变化，尤其是水体中无机碳环境与陆生生境的差异赋予了水生植物光合无机碳利用策略与陆生植物截然不同的生态学意义。本文综述了以光合作用为核心的水生植物无机碳利用策略的特殊性和多样性，以及研究水生植物无机碳利用策略的意义，并展望了基于水生植物尤其是水鳖科的无机碳利用策略为核心的植物适应机制研究的优势，旨在为水生植物适应机制和适应性进化研究提供新的思考方向。
Abstract:Aquatic vascular plants have undergone an evolutionary transition from terrestrial to aquatic habitats, necessitating substantial adaptations to their surrounding environments. In particular, the different inorganic carbon environments between underwater and terrestrial habitats confer distinct ecological significance to the photosynthetic inorganic carbon utilization strategies of both plant types. This paper elucidates the particularity and diversity of inorganic carbon utilization strategies in aquatic plants and the significance of these studies. In addition, the potential advantages in studying plant adaptation mechanisms based on inorganic carbon utilization strategies in aquatic plants (especially Hydrocharitaceae) is analyzed. Overall, this paper aims to provide a novel perspective for studying the adaptative mechanisms and evolutionary processes of aquatic plants, as well as new directions for research in this field.
-
1. 水生植物及其生境特征
水生（维管）植物代表能够适应水生环境条件的一个植物类群[1]，但该类群在分类学上是一个非自然类群（Non-natural taxonomic group）。现存水生植物约6 000种，分布在维管植物约87科407属中[2-4]。化石和系统发育研究表明，在被子植物进化早期，距今1.2亿年前的白垩纪就发生了植物从陆地向水域生境的“回归”演化[5-7]，该过程在淡水被子植物中至少独立发生了100次[3, 8, 9]。由于空气和水的流体特性截然不同，植物在从陆地到水域的“回归”过程中，面临着与陆地生境差异巨大的水环境条件[10]，这些差异为水生植物的光合作用、生长发育以及种群维持提供了截然不同的生态挑战与机遇（表1）。
表 1 植物在水生环境中面临的机遇和挑战及水生植物的应对方式（改自Maberly 和 Gontero[14]）Table 1. Opportunities and challenges faced by plants in aquatic environments and how aquatic plants respond (modified from Maberly and Gontero[14])环境特征
Environmental feature机遇
Opportunity挑战
Challenge水生植物应对方式
Aquatic plant response水分可利用性高 无水分胁迫 藻类竞争 生产力高；表皮细胞包含叶绿体；
叶片薄；分泌化感物质生长介质密度高 支撑性高 水阻力大 机械组织投资减少；茎和叶具有韧性 光照可利用性低 光抑制和光伤害可能低 光合作用和分布深度受限 表皮细胞富含叶绿体 温度变化幅度小 温度胁迫风险小 无 无 O2可利用性低 光呼吸可能低 地下组织器官缺氧 通气组织贯通根茎叶；向地下部位泵氧 无机碳可利用性低 局部生境CO2多;
HCO3−浓度高CO2日变化和年变化
范围极大拓展到局部高CO2生境生长；发展无机碳浓缩机制：HCO3−利用、C4和景天酸代谢（CAM） 养分可利用性高 根、茎、叶均可接触营养元素 藻类竞争 根茎叶均吸收养分；化感作用 对不同水、陆环境的适应与进化使得现存植物表现出不同的区系分布特点。陆生植物拥有较低比例的广域分布种和较高比例的地方特有种，水生植物却拥有较高比例的占有宽阔地理范围的广域分布类群[11]。与陆生植物相比，虽然水生植物单系类群（单个科或者属）内部的分类分化相对较低[3]，但是通常可生长于多样化的生境，如海洋、溪流、河川、湖泊、沼泽、池塘以及其他小水体等。水生植物为何能够适应如此宽广的生境？其适应多样化生境的机制又如何？对这些问题的回答，也即揭示水生植物适应性进化的机制，长期以来一直是生态学及进化生物学领域中的研究热点。
从陆地到水域，植物面临的选择压力完全不同[12]。温度和水分条件通常是陆生植物的限制因素，而水体中迅速的光衰减和低CO2浓度则是水生植物维持正常生长发育必须面对的限制因子[13]。作为光合作用的关键底物，陆生植物和水生植物对无机碳利用的不同适应方式表明，以光合无机碳利用策略为核心开展植物的适应机制研究，可能是揭示水生植物适应性进化的关键。
2. 光合作用无机碳利用策略
光合作用功能生物的出现是生物进化的一个关键环节，光合作用被诺贝尔奖委员会称为“地球上最重要的化学反应”[15]，其将太阳能转化成的化学能构成了全球食物链的基础。在光合作用过程中，植物通过何种方式（包括吸收、固定和同化）、利用何种类型的无机碳被称为光合作用无机碳利用策略。
根据光合作用过程中CO2固定所产生的原初同化产物的不同，光合作用类型可以分为以下几种：C3途径（卡尔文循环），其原初同化产物为具有3个碳原子的3-磷酸甘油酸；C4途径和景天科酸代谢途径（CAM），其原初同化产物为具有4个碳原子的草酰乙酸。也就是说植物光合作用至少包含了C3、C4和CAM途径3种无机碳利用策略，其中C3途径是所有植物共同具有的无机碳同化途径，也只有该途径具备合成淀粉等产物的能力，C4和CAM途径只能起固定和转运CO2的作用，不能单独合成淀粉等产物，是植物为适应不同生境条件而进化出的衍生类型[16]。C4和CAM途径通过增加Rubisco（核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶/加氧酶，催化卡尔文循环碳固定的第一个反应，是卡尔文循环的限速酶）周围CO2的浓度，提高Rubisco的羧化活性、降低光呼吸作用，从而提高植物的光合作用效率，被称为植物的无机碳浓缩机制（Inorganic carbon concentrating mechanisms，CCMs）[17]。
3. 陆生植物无机碳利用策略
陆生植物无机碳利用策略研究表明，C4和CAM途径都是多次独立进化的结果。在陆地植物进化过程中，C4途径至少独立进化了62次[18]，不同的C4植物进化支在C4代谢起源时间上甚至有30 Ma（百万年）的差异[16]；在现有高等植物中，超过6%的物种具有CAM代谢过程[19]，分布于大多数陆生植物不同的科属中（36科，至少343个属），而C4植物主要分布在比较进化的类群中[20]。现存C4和CAM植物虽然在生化机制上使用一套共同的酶来促进CO2的捕获（均通过磷酸烯醇式丙酮酸羧化酶催化产生草酰乙酸完成CO2的捕获），并提高其在Rubisco活性中心周围的浓度（均通过叶绿体中NADP依赖的苹果酸酶或线粒体中的NAD依赖的苹果酸酶，或者细胞质基质中的磷酸烯醇式丙酮酸羧化激酶脱羧产生CO2），但采用的实现方法不同。C4植物通过产生特殊的Kranz花环结构，利用两类不同细胞（叶肉细胞和维管束鞘细胞）在空间上区隔CO2捕获过程和还原过程；而CAM代谢途径的CO2捕获过程和还原过程分别在晚上和白天的同一个细胞（叶肉细胞）中进行，存在时间分隔。对陆生植物的研究表明，除了马齿苋属（Portulaca）植物外，C4和CAM光合途径是不相容的，不能同时存在于同一种植物。实际上，马齿苋属植物的光合作用以C4过程为主，CAM途径活性很低，且二者发生在叶片的不同部位[20]，这与典型CAM植物中CO2的捕获和还原过程在一个细胞中进行完全不同。CAM与C4光合途径不相容有许多生化、解剖结构和进化过程的原因。从进化角度来看，在进化初期选择CAM或C4途径可能是其C3祖先各自进化过程中的第一步，从而导致了CAM和C4途径在陆生植物中不能同时存在于同一植物[20]。许多与C4和CAM代谢相关的基因已经在其C3祖先中作为补缺途径（Anaplerotic pathways）和存储机能（Storage mechanisms）存在[21-23]，C3物种是否进化为CAM或C4物种，在很大程度上取决于其进化序列的初始步骤是否招募这些基因为C4或CAM途经所用[24, 25]。目前，对陆生植物不同光合无机碳利用策略的比较研究不仅为认识植物光合作用的适应与进化积累了丰富的资料，也为水生植物相关研究的进一步深入打下了坚实基础。
4. 水生植物无机碳利用策略的特殊性、多样性及其对环境的适应
一般认为陆生C4植物是在温暖和日照强烈的地区进化而来[26, 27]，而CAM植物则主要发现于干旱地区[19, 28]。目前认为，这两种无机碳利用策略是对陆生生境中高温、高光强和干旱胁迫的适应，而处于水环境中的水生植物完全不受这些环境因素的胁迫。因此，与陆生植物相比，水生植物无机碳利用策略具有特殊性，研究水生植物的光合作用极大地拓展了对光合作用过程的原有认知。水生植物不仅具有陆生植物C4和CAM这两种无机碳浓缩机制，还具有蓝藻等大多数藻类所具有的HCO3−利用能力[17]。Raven[29]认为，基于HCO3−主动运输过程的无机碳利用策略对碳元素的吸收与累积，与植物对其他营养元素（如氮和磷）的积累过程类似。因此，HCO3−的吸收可能是水生植物从已有的对其他营养元素进行转运的体系中获取相关要素的结果[30]。从植物进化的历史看，HCO3−利用是植物光合作用进化中最早发展的无机碳获取策略之一，以充分利用水中丰富的HCO3−资源，克服无机碳限制对植物生长和发育的影响。水生植物光合作用的生理生化过程虽然与陆生植物类似，但二者的适应意义完全不同。对陆生植物来说，一般C4植物具有更高的CO2利用效率[31]，而CAM植物的水分利用效率通常比C4和C3植物更高[32, 33]。陆生植物不同的光合无机碳利用策略更多地反映了植物对温度和水分的适应，而水生植物光合无机碳获取策略则是适应水中复杂多变的无机碳限制的结果，通常情况下限制陆生光合作用的水分因子对水生植物来说不复存在。虽然大气中的CO2浓度在地质时间尺度上变化巨大[34]，但在年度到几十年的尺度上基本保持稳定，为陆生植物光合作用提供了稳定的碳源。陆生植物的C4和CAM光合途径通过提高细胞内CO2浓度，增加Rubisco酶的羧化活性，从而降低光呼吸水平，提高植物的光合作用效率。从这个意义上看，陆生植物的无机碳浓缩机制（C4和CAM）是提高无机碳利用效率的结果，而水生植物的无机碳利用策略则是应对水中无机碳限制的结果。
水生植物无机碳来源的多样性也高于陆生植物。一般来说，大气中CO2是陆生植物唯一的无机碳来源，而水生植物则可以从大气、水体以及生长基质中获取无机碳。此外，水体中无机碳的形态多样，总溶解性无机碳（Dissolved inorganic carbon，DIC）有4种存在形式，即CO2、H2CO3、HCO3−和CO32−。水体中无机碳来源复杂，除了大气中CO2的溶解外，流域岩石溶解和风化、输移、水柱和沉积物的生物活动等均是水体中无机碳的重要来源。虽然CO2易溶于水，但HCO3−却是海洋和大多数淡水系统中最丰富的无机碳形式[35]，如海水HCO3−的浓度约为2 mmol/L，是空气平衡状态时CO2浓度的140倍[14]。大气中的CO2扩散迅速，能为陆生植物光合作用提供稳定的碳源，而CO2在水中的扩散速率是在空气中的万分之一[36]，且水体与水生植物体边界通常存在较厚的静水层，不利于CO2从水体到植物叶片表面的扩散，使得水体中CO2的供应成为水生植物光合作用的一个重要限制因子[37]。尤其是在高生产力的水体中，在白天进行光合作用时，同为初级生产者的浮游藻类凭借其对无机碳捕获的竞争优势，能将CO2迅速吸收，导致水体CO2的表观浓度几乎降低至零[13, 38]。这些系统在进行光合作用时，有机碳和无机碳之间的生物转化速率大大超过CO2从大气再供给、流域输入和来自水体深处的无机碳补充，因此，内陆水体中CO2浓度在一天中不同的时间会在极低到过饱和状态间频繁波动[39]。水环境的特殊性成为与陆生环境截然不同的自然选择力量，使得水生植物演化出与陆生植物不同的功能性状，以增强其在水生生境中的适应性[12, 13]。
对水生植物而言，多样化的无机碳获取方式是其为适应复杂多变的水体无机碳环境而进化产生的最重要的光合功能性状。尽管水生植物光合作用的基本生理生化过程与陆生植物类似，但为了适应水体中变化迅速、常常成为限制因子的无机碳环境，满足光合作用对无机碳的需求，水生植物在组织结构、植物形态、生理生化特征及遗传和转录水平等方面表现出多样化的适应策略（图1）。这些策略包括：（1）生境选择。一些水生植物选择在局部CO2丰富的水体中生长，有些植物可以同时利用两种以上来源（水体、大气和沉积物）的无机碳。（2）结构适应。水生植物叶片结构简单，表皮细胞含叶绿体，可直接吸收无机碳进行光合作用；体内腔隙系统发达，可用于贮藏从外界获取以及内部生理活动产生的无机碳，以循环利用。（3）生理机制[40]。具备利用HCO3−的能力[13, 38, 41, 42]；通过行使类似陆生植物中的C4途径及CAM途径来实现碳浓缩[42-45]。（4）遗传和转录水平的适应。海生植物大叶藻（Zostera marina L.）基因组包含两个隶属于SLC4基因家族的HCO3−转运通道以及两个胞外CA酶基因[46]；台湾水韭（Isoetes taiwanensis De Vol）则招募了细菌类型的PEPC进行CO2固定，行使CAM活性[47]；龙舌草（Ottelia alismoides (L.) Pers.）αCA1和SLC4在低碳时表达，协助HCO3−的利用[48]；黑藻（Hydrilla verticillata (L. f.) Royle）通过低碳诱导可以特异性表达C4类型的PEPC和NADP-ME酶[49]。这些基因的存在及特异性表达奠定了水生植物特殊无机碳利用策略的分子基础。（5）多种碳获取策略共存。水生植物碳同化的基本生理生化过程与陆生植物类似，然而碳获取策略则表现出多样性。Maberly和Gontero[14]对水生植物无机碳获取策略进行了总结，发现在百余种水生植物中，约有44%的淡水植物[50]和超过80%的海生植物具有HCO3−利用能力，HCO3−是最普遍的无机碳获取策略。约30%的淡水植物通过浮水叶或挺水叶利用大气中的CO2。约20%的淡水植物利用局部微生境中的高浓度CO2（如有些底泥表面CO2浓度是水体-大气平衡状态的10倍）[51, 52]。直接利用底泥CO2的水生植物约占3%左右（通常为比较矮小的水韭型植物，根茎中包含大量贯通的通气组织）[53]。另外，约有4%的物种显示出C4代谢能力（如黑藻和艾格草（Elodea densa (Planchon) Caspary）等）[49, 54]，而具有CAM代谢途径的占约9%（如水韭和泽番椒（Deinostema violacea (Maximowicz) T. Yamazaki）等）[55, 56]，这与陆地上CAM植物的估计比例相当[19]。很多水生植物同时具有多种碳获取策略，能够在不同环境条件下迅速地调整和转换。
![]()
图 1 水生植物无机碳利用策略的特殊性和多样性A：中华水韭（Isoetes sinensis Palmer）；B：龙舌草（Ottelia alismoides (L.) Pers.）（照片由付文龙拍摄）；C：水筛（Blyxa japonica (Miq.) Maxim.）；D：穿叶眼子菜（Potamogeton perfoliatus L.）；E：一种轮藻（Chara sp.）（照片由刘洋拍摄）；F：眼子菜（Potamogeton distinctus A. Bennett）；G：紫萍（Spirodela polyrhiza (L.) Schleid）。轮藻不属于植物，但在无机碳利用时，通常将其视为沉水植物。图中pH极性叶片染色显示眼子菜属植物近轴面被酚酞染成红色（碱性），远轴面无色，表明这类叶片在利用HCO3−过程中形成pH极性。溴麝香草酚蓝染色显示轮藻属在利用HCO3−过程中，细胞呈酸性（黄色）和碱性（蓝色）相间（图片来源于Beilby等[57]）。Figure 1. The distinctiveness and diversity of inorganic carbon utilization strategies in aquatic plantsA: Isoetes sinensis Palmer; B: Ottelia alismoides (L.) Pers. (Photographed by Fu Wenlong); C: Blyxa japonica (Miq.) Maxim.; D: Potamogeton perfoliatus L.; E: Chara sp. (Photographed by Liu Yang); F: Potamogeton distinctus A. Bennett; G: Spirodela polyrhiza (L.) Schleid. Characean algae are not plant, but they are usually regarded as submerged plants in study of inorganic carbon utilization. Under phenolphthalein staining, the adaxial surface of Potamogeton plant leaf is red (alkalinity), while the abaxial surface is colorless, indicating pH polarity of two sides of the same leaf during the process of HCO3− use. Under bromothymol blue staining, the interior of Chara cell exhibits alternating acidity (yellow) and alkalinity (blue) during HCO3−use (The image is from Beilby et al. [57]).5. 以水生植物无机碳利用策略为核心的植物适应机制研究的优势与展望
水生植物多样化的无机碳利用策略为研究植物光合作用适应性进化提供了丰富的素材。不同水生植物类群的多次独立起源演化为开展无机碳利用策略适应性进化的比较研究提供了可能，在不同分支中都有可能演化出多样化的无机碳获取策略。特别是不同自然类群（单系类群）内的多样化无机碳获取策略，对这些代表性类群的无机碳获取策略开展系统研究，可以降低系统发育关系对光合作用适应性进化机制的影响，如水鳖科植物包含了目前已知的所有无机碳利用策略。
水鳖科是泽泻亚纲中的代表性水生类群，是世界分布、全水生的单子叶植物，包含18属约120种[58]（根据最新分子生物学证据，目前该科共包括137个种，划分为14个属（https://powo.science.kew.org/taxon/urn:lsid:ipni.org:names:30013086-2）），是水生生态系统中重要的成分，可分布于从淡水到海洋的各种水体中。现有研究表明，水鳖科起源于距今约65 Ma的晚白垩纪到古新世，是非常古老的单子叶植物科，且在较近的历史时期演化出海洋水生植物[59-61]。该科植物生活型多样（可沉水、浮叶乃至漂浮生长），形态变异大，繁育系统复杂，为研究水生植物的变异与适应提供了丰富的性状资源。同时，该科植物属间物种分化速率存在巨大差异，如广布于温带、亚热带和热带的黑藻属（Hydrilla）仅有1种，而海菜花属（Ottelia）则有23种[62-64]，且有若干种下分类单元。此外，该属的龙舌草还形成了水生植物中一个典型的多倍性系列[65-67]，这些特征使水鳖科植物具有重要的系统发育学研究意义。
水鳖科植物也是研究水生植物光合无机碳利用策略适应性进化与调控机制的理想材料。首先，在已经检测过光合无机碳获取策略的百余种水生植物中，就包括约20种水鳖科植物，基本资料最为丰富。其次，该科植物的光合碳获取策略涵盖了全部已知的机制（表2），包括利用空气、水体和基质中CO2的能力，HCO3−利用能力，C4以及CAM 途径。同时，有关光合作用中碳浓缩机制的深入研究也主要集中在水鳖科植物中。如黑藻是第一个被发现具有单细胞C4光合途径的水生植物，在低CO2浓度诱导下，其光合碳同化途径可从C3向C4发生转变[68, 69]。而龙舌草是第一个被发现同时具有HCO3−利用、C4和CAM等3种无机碳浓缩机制的水生植物[70]，C4和CAM的共存现象值得深入研究。Pedersen[71]针对Han等[72]的有关龙舌草多种光合作用途径并存的结构基础论文评述中指出，这一发现有可能在研发C4水稻（Oryza sativa L.）的工作中激发新的希望。最后，水鳖科是一个起源古老的单子叶植物科，其中C4代谢途径很可能先于陆生C4代谢途径出现，代表了C4光合途径的原型[25]。利用这些材料进行研究，可避免与C4植物进化密切相关的其他生物学事件的干扰（如陆生植物 Kranz 结构的形成）。如在黑藻中，CO2的浓缩是在含叶绿体的细胞中进行的，无需组织分化以及Kranz结构的形成[73]，其光合碳同化途径从C3向C4转变过程中发生的一系列变化可能是保证C4碳同化的最低要求[74]。因此，分析光合碳同化途径转变过程中生理生化以及分子生物学的变化，将有利于阐明不同碳同化途径对植物适应性的贡献与意义。
表 2 水鳖科植物无机碳利用策略的多样性Table 2. Diversity of inorganic carbon utilization strategies in Hydrocharitaceae plants属
Genus种数
No. of speciesHCO3−利用
Bicarbonate use大气CO2
Atmosphere CO2基质CO2
Substrate CO2C4途径
C4 pathwayCAM途径
CAM pathwayAppertiella 1 U U U U U Blyxa[50, 56] 14 N N S N N Elodea[50, 75] 9 Y N U I/N N Enhalus[76] 1 Y N U U U Halophila[77] 17 Y N U N N Hydrilla[78, 73] 1 Y N U I S Hydrocharisa 5 N Y U U U Lagarosiphon[50] 9 Y/N U U U U Najas[50] 39 Y/N N U N N Nechamandra[56, 79] 1 Y N U U S Ottelia[45, 79-81] 23 Y Y U Y/N I/N Stratiotes[82] 1 Y Y U U U Thalassia[77,83,84] 2 Y N U S N Vallisneria[56, 84] 14 Y N Y N S/N 注：Y，具备该途径；N，不具备该途径；S，疑似具备该途径；U，尚未进行测试；I，需要在特殊条件下诱导出该途径；Y/N，在已测试的该属所有物种中，有的物种具有该途径，有的物种不具有该途径；I/N，在已测试的该属所有物种中，有的物种该途径的产生需要诱导，有的物种则不具备该途径；S/N，在已测试的该属所有物种中，有些物种疑似具有该途径，有的物种不具备该途径。a，数据来源于本实验室。 Notes: Y, all plants have this pathway; N, none plant have this pathway; S, the plants are suspected to have this pathway; U, not yet tested; I, this pathway needs to be induced under special conditions; Y/S, among all the tested species from this genus, some have this pathway and some do not; I/N, among all the tested species from this genus, some need to be induced to produce this pathway and some do not have this pathway; S/N, among all the tested species from this genus, some are suspected to have this pathway and some do not have. a, indicates the data are from our lab. 揭示水生植物多样化的光合作用无机碳获取策略的起源、共存、转变及进化的分子遗传学机制，对理解水生植物普遍的适应性具有重要意义。同时，对水生植物无机碳利用策略的深入研究也具有重要的现实意义。水生植物往往具备多种无机碳获取和碳浓缩机制，从而降低无机碳限制对光合作用的影响，提高无机碳利用效率，其调控机理有望为提高农作物光合效率提供借鉴。如识别和设计C4光合所需基因，利用基因工程手段将水稻等C3作物改造成光合效率更高的C4作物，这也是国际C4水稻联盟（International C4 Rice Consortium）的关键使命[85]。此外，水生生境中，无机碳环境始终处于快速变化的过程中，昼、夜无机碳浓度甚至达到百倍的差异[39]，探索水生植物对无机碳环境的适应机理也有助于理解植物响应全球变化的生理机制。最近，Iversen等[50]指出，在全球范围内，具有HCO3−利用能力水生植物出现的频率随着生境HCO3−浓度的增加而增加；区域尺度上，在CO2浓度高于空气-水平衡浓度的水域生境中，具有HCO3−利用能力的水生植物出现的频率就降低，这与HCO3−利用能力是水生植物对生境碳限制的一种适应机制的结论相一致，而全球变化所带来的HCO3−和CO2浓度的变化可能会改变淡水植物群落的物种组成。
基于水生植物无机碳利用策略为核心的植物适应机制研究，不仅有望在水生植物的适应性进化机制基础理论方面取得重大突破，也将为研究植物演化过程中光合作用的适应性进化过程与机制提供典型范例，同时也为不同光合途径转化、共存的调控机制与方法研究奠定基础。
-
![]()
图 1 水生植物无机碳利用策略的特殊性和多样性
A：中华水韭（Isoetes sinensis Palmer）；B：龙舌草（Ottelia alismoides (L.) Pers.）（照片由付文龙拍摄）；C：水筛（Blyxa japonica (Miq.) Maxim.）；D：穿叶眼子菜（Potamogeton perfoliatus L.）；E：一种轮藻（Chara sp.）（照片由刘洋拍摄）；F：眼子菜（Potamogeton distinctus A. Bennett）；G：紫萍（Spirodela polyrhiza (L.) Schleid）。轮藻不属于植物，但在无机碳利用时，通常将其视为沉水植物。图中pH极性叶片染色显示眼子菜属植物近轴面被酚酞染成红色（碱性），远轴面无色，表明这类叶片在利用HCO3−过程中形成pH极性。溴麝香草酚蓝染色显示轮藻属在利用HCO3−过程中，细胞呈酸性（黄色）和碱性（蓝色）相间（图片来源于Beilby等[57]）。
Figure 1. The distinctiveness and diversity of inorganic carbon utilization strategies in aquatic plants
A: Isoetes sinensis Palmer; B: Ottelia alismoides (L.) Pers. (Photographed by Fu Wenlong); C: Blyxa japonica (Miq.) Maxim.; D: Potamogeton perfoliatus L.; E: Chara sp. (Photographed by Liu Yang); F: Potamogeton distinctus A. Bennett; G: Spirodela polyrhiza (L.) Schleid. Characean algae are not plant, but they are usually regarded as submerged plants in study of inorganic carbon utilization. Under phenolphthalein staining, the adaxial surface of Potamogeton plant leaf is red (alkalinity), while the abaxial surface is colorless, indicating pH polarity of two sides of the same leaf during the process of HCO3− use. Under bromothymol blue staining, the interior of Chara cell exhibits alternating acidity (yellow) and alkalinity (blue) during HCO3−use (The image is from Beilby et al. [57]).
表 1 植物在水生环境中面临的机遇和挑战及水生植物的应对方式（改自Maberly 和 Gontero[14]）
Table 1 Opportunities and challenges faced by plants in aquatic environments and how aquatic plants respond (modified from Maberly and Gontero[14])
环境特征
Environmental feature机遇
Opportunity挑战
Challenge水生植物应对方式
Aquatic plant response水分可利用性高 无水分胁迫 藻类竞争 生产力高；表皮细胞包含叶绿体；
叶片薄；分泌化感物质生长介质密度高 支撑性高 水阻力大 机械组织投资减少；茎和叶具有韧性 光照可利用性低 光抑制和光伤害可能低 光合作用和分布深度受限 表皮细胞富含叶绿体 温度变化幅度小 温度胁迫风险小 无 无 O2可利用性低 光呼吸可能低 地下组织器官缺氧 通气组织贯通根茎叶；向地下部位泵氧 无机碳可利用性低 局部生境CO2多;
HCO3−浓度高CO2日变化和年变化
范围极大拓展到局部高CO2生境生长；发展无机碳浓缩机制：HCO3−利用、C4和景天酸代谢（CAM） 养分可利用性高 根、茎、叶均可接触营养元素 藻类竞争 根茎叶均吸收养分；化感作用 
下载: 导出CSV
表 2 水鳖科植物无机碳利用策略的多样性
Table 2 Diversity of inorganic carbon utilization strategies in Hydrocharitaceae plants
属
Genus种数
No. of speciesHCO3−利用
Bicarbonate use大气CO2
Atmosphere CO2基质CO2
Substrate CO2C4途径
C4 pathwayCAM途径
CAM pathwayAppertiella 1 U U U U U Blyxa[50, 56] 14 N N S N N Elodea[50, 75] 9 Y N U I/N N Enhalus[76] 1 Y N U U U Halophila[77] 17 Y N U N N Hydrilla[78, 73] 1 Y N U I S Hydrocharisa 5 N Y U U U Lagarosiphon[50] 9 Y/N U U U U Najas[50] 39 Y/N N U N N Nechamandra[56, 79] 1 Y N U U S Ottelia[45, 79-81] 23 Y Y U Y/N I/N Stratiotes[82] 1 Y Y U U U Thalassia[77,83,84] 2 Y N U S N Vallisneria[56, 84] 14 Y N Y N S/N 注：Y，具备该途径；N，不具备该途径；S，疑似具备该途径；U，尚未进行测试；I，需要在特殊条件下诱导出该途径；Y/N，在已测试的该属所有物种中，有的物种具有该途径，有的物种不具有该途径；I/N，在已测试的该属所有物种中，有的物种该途径的产生需要诱导，有的物种则不具备该途径；S/N，在已测试的该属所有物种中，有些物种疑似具有该途径，有的物种不具备该途径。a，数据来源于本实验室。 Notes: Y, all plants have this pathway; N, none plant have this pathway; S, the plants are suspected to have this pathway; U, not yet tested; I, this pathway needs to be induced under special conditions; Y/S, among all the tested species from this genus, some have this pathway and some do not; I/N, among all the tested species from this genus, some need to be induced to produce this pathway and some do not have this pathway; S/N, among all the tested species from this genus, some are suspected to have this pathway and some do not have. a, indicates the data are from our lab.
下载: 导出CSV
-
[1] Les DH,Philbrick CT. Studies of hybridization and chromosome number variation in aquatic angiosperms:evolutionary implications[J]. Aquat Bot,1993,44 (2-3):181−228. doi: 10.1016/0304-3770(93)90071-4
[2] Den Hartog C, Kuo J. Taxonomy and biogeography of seagrasses[M]//Larkum AWD, Orth RJ, Duarte CM, eds. Seagrasse: Biology, Ecology and Conservation. Berlin Heidelberg: Springer, 2006: 1-23.
[3] Cook CD. Aquatic Plant Book[M]. The Hague: SPB Academic Publishing, 1990: 1-7
[4] Les DH,Cleland MA,Waycott M. Phylogenetic studies in Alismatidae,Ⅱ:evolution of marine angiosperms (seagrasses) and hydrophily[J]. Syst Bot,1997,22 (3):443−463. doi: 10.2307/2419820
[5] Friis EM,Pedersen KR,Crane PR. Fossil evidence of water lilies (Nymphaeales) in the Early Cretaceous[J]. Nature,2001,410 (6826):357−360. doi: 10.1038/35066557
[6] Gomez B,Daviero-Gomez V,Coiffard C,Martín-Closas C,Dilcher DL. Montsechia,an ancient aquatic angiosperm[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2015,112 (35):10985−10988. doi: 10.1073/pnas.1509241112
[7] Les DH. Water from the rock:ancient aquatic angiosperms flow from the fossil record[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2015,112 (35):10825−10826. doi: 10.1073/pnas.1514280112
[8] Philbrick CT,Les DH. Evolution of aquatic angiosperm reproductive systems[J]. BioScience,1996,46 (11):813−826. doi: 10.2307/1312967
[9] Les DH, Tippery NP. In time and with water … the systematics of alismatid monocotyledons[M]//Wilkin P, Mayo SJ, eds. Early Events in Monocot Evolution. Cambridge: Cambridge University Press, 2013: 1-100.
[10] Maberly SC,Spence DHN. Photosynthesis and photorespiration in freshwater organisms:amphibious plants[J]. Aquat Bot,1989,34 (1-3):267−286. doi: 10.1016/0304-3770(89)90059-4
[11] Santamaría L. Why are most aquatic plants widely distributed? Dispersal,clonal growth and small-scale heterogeneity in a stressful environment[J]. Acta Oecol,2002,23 (3):137−154. doi: 10.1016/S1146-609X(02)01146-3
[12] Li W. Environmental opportunities and constraints in the reproduction and dispersal of aquatic plants[J]. Aquat Bot,2014,118:62−70. doi: 10.1016/j.aquabot.2014.07.008
[13] Maberly SC. The fitness of the environments of air and water for photosynthesis,growth,reproduction and dispersal of photoautotrophs:an evolutionary and biogeochemical perspective[J]. Aquat Bot,2014,118:4−13. doi: 10.1016/j.aquabot.2014.06.014
[14] Maberly SC, Gontero B. Trade-offs and synergies in the structural and functional characteristics of leaves photosynthesizing in aquatic environments[M]//Adams Ⅲ WW, Terashima I, eds. The Leaf: A platform for Performing Photosynthesis. Chambrige: Springer, 2018: 307-343.
[15] 沈允钢, 施教耐, 许大全. 动态光合作用[M]. 北京: 科学出版社, 1998: 1-6. [16] Niklaus M,Kelly S. The molecular evolution of C4 photosynthesis:opportunities for understanding and improving the world's most productive plants[J]. J Exp Bot,2019,70 (3):795−804. doi: 10.1093/jxb/ery416
[17] Raven JA,Cockell CS,de La Rocha CL. The evolution of inorganic carbon concentrating mechanisms in photosynthesis[J]. Philos Trans Roy Soc B:Biol Sci,2008,363 (1504):2641−2650. doi: 10.1098/rstb.2008.0020
[18] Sage RF. A portrait of the C4 photosynthetic family on the 50th anniversary of its discovery:species number,evolutionary lineages,and Hall of Fame[J]. J Exp Bot,2016,67 (14):4039−4056. doi: 10.1093/jxb/erw156
[19] Silvera K,Neubig KM,Whitten WM,Williams NH,Winter K,Cushman JC. Evolution along the crassulacean acid metabolism continuum[J]. Funct Plant Biol,2010,37 (11):995−1010. doi: 10.1071/FP10084
[20] Sage RF. Are crassulacean acid metabolism and C4 photosynthesis incompatible?[J]. Funct Plant Biol,2002,29 (6):775−785. doi: 10.1071/PP01217
[21] Winter K, Smith JAC. Crassulacean Acid Metabolism: Biochemistry, Ecophysiology and Evolution[M]. Berlin Heidelberg: Springer, 1996: 19-420.
[22] Sage RF, Monson RK. C4 Plant Biology[M]. San Diego: Academic Press, 1998: 10-375.
[23] Keeley JE,Rundel PW. Evolution of CAM and C4 carbon-concentrating mechanisms[J]. Int J Plant Sci,2003,164 (S3):S55−S77. doi: 10.1086/374192
[24] Griffiths H. Carbon dioxide concentrating mechanisms and the evolution of CAM in vascular epiphytes[M]//Lüttge U, ed. Vascular Plants as Epiphytes: Evolution and Ecophysiology. Berlin Heidelberg: Springer, 1989: 42-86.
[25] Sage RF. Environmental and evolutionary preconditions for the origin and diversification of the C4 photosynthetic syndrome[J]. Plant Biol,2001,3 (3):202−213. doi: 10.1055/s-2001-15206
[26] Hatch MD,Slack CR. Photosynthesis by sugar-cane leaves. A new carboxylation reaction and the pathway of sugar formation[J]. Biochem J,1966,101 (1):103−111. doi: 10.1042/bj1010103
[27] Raghavendra AS, Sage RF. C4 Photosynthesis and Related CO2 Concentrating Mechanisms[M]. Media: Springer, 2011: 161-195.
[28] Cushman JC,Bohnert HJ. CRASSULACEAN ACID METABOLISM:molecular genetics[J]. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol,1999,50:305−332. doi: 10.1146/annurev.arplant.50.1.305
[29] Raven JA. Nutrient transport in microalgae[J]. Adv Microb Physiol,1981,21:47−226.
[30] Raven JA,Giordano M,Beardall J. Insights into the evolution of CCMs from comparisons with other resource acquisition and assimilation processes[J]. Physiol Plant,2008,133 (1):4−14. doi: 10.1111/j.1399-3054.2007.01024.x
[31] Sage RF. The evolution of C4 photosynthesis[J]. New Phytol,2004,161 (2):341−370. doi: 10.1111/j.1469-8137.2004.00974.x
[32] Black CC Jr. Photosynthetic carbon fixation in relation to net CO2 uptake[J]. Ann Rev Plant Physiol,1973,24:253−286. doi: 10.1146/annurev.pp.24.060173.001345
[33] Han HE,Felker P. Field validation of water-use efficiency of the CAM plant Opuntia ellisianain south Texas[J]. J Arid Environ,1997,36 (1):133−148. doi: 10.1006/jare.1996.0202
[34] Pearson PN,Palmer MR. Atmospheric carbon dioxide concentrations over the past 60 million years[J]. Nature,2000,406 (6797):695−699. doi: 10.1038/35021000
[35] Maberly SC,Gontero B. Ecological imperatives for aquatic CO2 concentrating mechanisms[J]. J Exp Bot,2017,68 (14):3797−3814. doi: 10.1093/jxb/erx201
[36] Raven JA. Exogenous inorganic carbon sources in plant photosynthesis[J]. Biol Rev,1970,45 (2):167−220. doi: 10.1111/j.1469-185X.1970.tb01629.x
[37] Raven JA,Beardall J. CO2 concentrating mechanisms and environmental change[J]. Aquat Bot,2014,118:24−37. doi: 10.1016/j.aquabot.2014.05.008
[38] Maberly SC,Spence DHN. Photosynthetic inorganic carbon use by freshwater plants[J]. J Ecol,1983,71 (3):705−724. doi: 10.2307/2259587
[39] Cole JJ,Caraco NF,Kling GW,Kratz TK. Carbon dioxide supersaturation in the surface waters of lakes[J]. Science,1994,265 (5178):1568−1570. doi: 10.1126/science.265.5178.1568
[40] Madsen TV,Sand-Jensen K. Photosynthetic carbon assimilation in aquatic macrophytes[J]. Aquat Bot,1991,41 (1-3):5−40. doi: 10.1016/0304-3770(91)90037-6
[41] Maberly SC,Madsen TV. Affinity for CO2 in relation to the ability of freshwater macrophytes to use HCO3−[J]. Funct Ecol,1998,12 (1):99−106. doi: 10.1046/j.1365-2435.1998.00172.x
[42] Maberly SC,Madsen TV. Freshwater angiosperm carbon concentrating mechanisms:processes and patterns[J]. Funct Plant Biol,2002,29 (3):393−405. doi: 10.1071/PP01187
[43] Klavsen SK,Maberly SC. Effect of light and CO2 on inorganic carbon uptake in the invasive aquatic CAM-plant Crassula helmsii[J]. Funct Plant Biol,2010,37 (8):737−747. doi: 10.1071/FP09281
[44] Klavsen SK,Madsen TV,Maberly SC. Crassulacean acid metabolism in the context of other carbon-concentrating mechanisms in freshwater plants:a review[J]. Photosynth Res,2011,109 (1-3):269−279. doi: 10.1007/s11120-011-9630-8
[45] Zhang YZ,Yin LY,Jiang HS,Li W,Gontero B,Maberly SC. Biochemical and biophysical CO2 concentrating mechanisms in two species of freshwater macrophyte within the genus Ottelia (Hydrocharitaceae)[J]. Photosynth Res,2014,121 (2-3):285−297. doi: 10.1007/s11120-013-9950-y
[46] Maberly SC,Stott AW,Gontero B. The differential ability of two species of seagrass to use carbon dioxide and bicarbonate and their modelled response to rising concentrations of inorganic carbon[J]. Front Plant Sci,2022,13:936716. doi: 10.3389/fpls.2022.936716
[47] Wickell D,Kuo LY,Yang HP,Ashok AD,Irisarri I,et al. Underwater CAM photosynthesis elucidated by Isoetes genome
[J]. Nat Commun,2021,12 (1):6348. doi: 10.1038/s41467-021-26644-7 [48] Huang WM,Han SJ,Jiang HS,Gu SP,Li W,et al. External α-carbonic anhydrase and solute carrier 4 are required for bicarbonate uptake in a freshwater angiosperm[J]. J Exp Bot,2020,71 (19):6004−6014. doi: 10.1093/jxb/eraa351
[49] Magnin NC,Cooley BA,Reiskind JB,Bowes G. Regulation and localization of key enzymes during the induction of Kranz-less,C4-type photosynthesis in Hydrilla verticillata[J]. Plant Physiol,1997,115 (4):1681−1689. doi: 10.1104/pp.115.4.1681
[50] Iversen LL,Winkel A,Baastrup-Spohr L,Hinke AB,Alahuhta J,et al. Catchment properties and the photosynthetic trait composition of freshwater plant communities[J]. Science,2019,366 (6467):878−881. doi: 10.1126/science.aay5945
[51] Maberly SC. Photosynthesis by Fontinalis antipyretica[J]. New Phytol,1985,100 (2):127−140. doi: 10.1111/j.1469-8137.1985.tb02765.x
[52] Maberly SC. Photosynthesis by Fontinalis antipyretica. Ⅱ. Assessment of environmental factors limiting photosynthesis and production[J]. New Phytol,1985,100 (2):141−155. doi: 10.1111/j.1469-8137.1985.tb02766.x
[53] Pedersen O,Pulido C,Rich SM,Colmer TD. In situ O2 dynamics in submerged Isoetes australis:varied leaf gas permeability influences underwater photosynthesis and internal O2[J]. J Exp Bot,2011,62 (13):4691−4700. doi: 10.1093/jxb/err193
[54] Casati P,Lara MV,Andreo CS. Induction of a C4-like mechanism of CO2 fixation in Egeria densa,a submersed aquatic species[J]. Plant Physiol,2000,123 (4):1611−1622. doi: 10.1104/pp.123.4.1611
[55] Keeley JE. Isoetes howellii:a submerged aquatic CAM plant?[J]. Am J Bot,1981,68 (3):420−424. doi: 10.1002/j.1537-2197.1981.tb06380.x
[56] Yin LY,Li W,Madsen TV,Maberly SC,Bowes G. Photosynthetic inorganic carbon acquisition in 30 freshwater macrophytes[J]. Aquat Bot,2017,140:48−54. doi: 10.1016/j.aquabot.2016.05.002
[57] Beilby MJ,Bisson MA,Schneider SC. How Characean algae take up needed and excrete unwanted ions: an overview explaining how insights from electrophysiology are useful to understand the ecology of aquatic macrophytes[J]. Aquat Bot,2022,181:103542. doi: 10.1016/j.aquabot.2022.103542
[58] Wang Q. Hydrocharitaceae[M]//Flora of China. Beijing and St. Louis: Science Press and Missouri Botanical Garden Press, 2010: 91-102.
[59] Chen LY,Chen JM,Gituru RW,Wang QF. Generic phylogeny,historical biogeography and character evolution of the cosmopolitan aquatic plant family Hydrocharitaceae[J]. BMC Evol Biol,2012,12:30. doi: 10.1186/1471-2148-12-30
[60] Chen LY,Chen JM,Gituru RW,Wang QF. Eurasian origin of Alismatidae inferred from statistical dispersal-vicariance analysis[J]. Mol Phylogenet Evol,2013,67 (1):38−42. doi: 10.1016/j.ympev.2013.01.001
[61] Olsen JL,Rouzé P,Verhelst B,Lin YC,Bayer T,et al. The genome of the seagrass Zostera marina reveals angiosperm adaptation to the sea[J]. Nature,2016,530 (7590):331−335. doi: 10.1038/nature16548
[62] Cook CDK,Urmi-König K. A revision of the genus Egeria (Hydrocharitaceae)[J]. Aquat Bot,1984,19 (1-2):73−96. doi: 10.1016/0304-3770(84)90009-3
[63] Li ZZ,Wu S,Zhou CY,Liu Y,Hu GW,et al. Ottelia fengshanensis,a new bisexual species of Ottelia (Hydrocharitaceae) from southwestern China[J]. PhytoKeys,2019,135:1−10. doi: 10.3897/phytokeys.135.38531
[64] Li ZZ,Liao K,Zou CY,Liu Y,Hu GW,et al. Ottelia guanyangensis (Hydrocharitaceae),a new species from southwestern China[J]. Phytotaxa,2018,361 (3):294−300. doi: 10.11646/phytotaxa.361.3.5
[65] Misra MP. Cytological studies in Ottelia alismoides pers[J]. Cytologia,1974,39 (3):419−427. doi: 10.1508/cytologia.39.419
[66] Krishnappa DG. Cytological studies in some aquatic angiosperms[J]. Proc/Indian Acad Sci,1971,73 (4):179−185.
[67] Chaudhuri JB,Sharma A. Cytological studies on three aquatic members of hydrocharitaceae in relation to their morphological and ecological characteristics[J]. Cytologia,1978,43 (1):1−19. doi: 10.1508/cytologia.43.1
[68] Salvucci ME,Bowes G. Induction of reduced photorespiratory activity in submersed and amphibious aquatic macrophytes[J]. Plant Physiol,1981,67 (2):335−340. doi: 10.1104/pp.67.2.335
[69] Salvucci ME,Bowes G. Ethoxyzolamide repression of the low photorespiration state in two submersed angiosperms[J]. Planta,1983,158 (1):27−34. doi: 10.1007/BF00395399
[70] Shao H,Gontero B,Maberly SC,Jiang HS,Cao Y,et al. Responses of Ottelia alismoides,an aquatic plant with three CCMs,to variable CO2 and light[J]. J Exp Bot,2017,68 (14):3985−3995. doi: 10.1093/jxb/erx064
[71] Pedersen O. Jack of all trades-C4 photosynthesis,CAM and HCO3− use in the same tissue. A commentary on:'Structural basis for C4 photosynthesis without Kranz anatomy in leaves of the submerged freshwater plant Ottelia alismoides'[J]. Ann Bot,2020,125 (6):iv−vi. doi: 10.1093/aob/mcaa034
[72] Han SJ,Maberly SC,Gontero B,Xing ZF,Li W,et al. Structural basis for C4 photosynthesis without Kranz anatomy in leaves of the submerged freshwater plant Ottelia alismoides[J]. Ann Bot,2020,125 (6):869−879. doi: 10.1093/aob/mcaa005
[73] Reiskind JB,Madsen TV,Van Ginkel LC,Bowes G. Evidence that inducible C4-type photosynthesis is a chloroplastic CO2-concentrating mechanism in Hydrilla,a submersed monocot[J]. Plant Cell Environ,1997,20 (2):211−220. doi: 10.1046/j.1365-3040.1997.d01-68.x
[74] Rao SK,Magnin NC,Reiskind JB,Bowes G. Photosynthetic and other phosphoenolpyruvate carboxylase isoforms in the single-cell,facultative C4 system of Hydrilla verticillata[J]. Plant Physiol,2002,130 (2):876−886. doi: 10.1104/pp.008045
[75] Lara MV,Casati P,Andreo CS. CO2-concentrating mechanisms in Egeria densa,a submersed aquatic plant[J]. Physiol Plant,2002,115 (4):487−495. doi: 10.1034/j.1399-3054.2002.1150402.x
[76] Luan WY,Li H,Zhang LT,Liu JG. Enhalus acoroides efficiently alleviate ocean acidification by shifting modes of inorganic carbon uptake and increasing photosynthesis when pH drops[J]. Mar Environ Res,2023,186:105896. doi: 10.1016/j.marenvres.2023.105896
[77] Gavin NM,Durako MJ. Carbon acquisition mechanisms in Halophila johnsonii and Thalassia testudinum[J]. Aquat Bot,2019,152:64−69. doi: 10.1016/j.aquabot.2018.11.001
[78] Holaday AS,Bowes G. C4 acid metabolism and dark CO2 fixation in a submersed aquatic macrophyte (Hydrilla verticillata)[J]. Plant Physiol,1980,65 (2):331−335. doi: 10.1104/pp.65.2.331
[79] Wang SN,Li PP,Liao ZY,Wang WW,Chen T,et al. Adaptation of inorganic carbon utilization strategies in submerged and floating leaves of heteroblastic plant Ottelia cordata[J]. Environ Exp Bot,2022,196:104818. doi: 10.1016/j.envexpbot.2022.104818
[80] Cao Y,Liu Y,Ndirangu L,Li W,Xian L,Jiang HS. The analysis of leaf traits of eight Ottelia populations and their potential ecosystem functions in karst freshwaters in China[J]. Front Plant Sci,2019,9:1938. doi: 10.3389/fpls.2018.01938
[81] Liao ZY,Li PP,Zhou JZ,Li W,Jiang HS. Different photosynthetic inorganic carbon utilization strategies in the heteroblastic leaves of an aquatic plant Ottelia ovalifolia[J]. Front Plant Sci,2023,14:1142848. doi: 10.3389/fpls.2023.1142848
[82] Prins HBA,de Guia MB. Carbon source of the water soldier,Stratiotes aloides L.[J]. Aquat Bot,1986,26:225−234. doi: 10.1016/0304-3770(86)90023-9
[83] Beer S,Waisel Y. Some photosynthetic carbon fixation properties of seagrasses[J]. Aquat Bot,1979,7:129−138. doi: 10.1016/0304-3770(79)90017-2
[84] Benedict CR,Scott JR. Photosynthetic carbon metabolism of a marine grass[J]. Plant Physiol,1976,57 (6):876−880. doi: 10.1104/pp.57.6.876
[85] Von Caemmerer S,Quick WP,Furbank RT. The development of C4 rice:current progress and future challenges[J]. Science,2012,336 (6089):1671−1672. doi: 10.1126/science.1220177
-
期刊类型引用(1)
1. 赵素婷，周瑞，袁赛波，厉恩华. 长江中下游浅水湖泊湿地植物保护与恢复. 人民长江. 2025(01): 58-66 . 
百度学术
其他类型引用(2)
计量
- 文章访问数: 168
- HTML全文浏览量: 109
- PDF下载量: 107
- 被引次数: 3
