Ultrastructural Study on Minor Veins in Watermelon Leaf Blades
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摘要: 用透射电子显微技术研究了西瓜叶片小叶脉,结果表明,小叶脉是由大型维管束鞘细胞包围的维管束,维管束呈现大的头部和线形的柄部,柄部是单列细胞的木质部,由维管薄壁细胞和导管分子组成;头部是韧皮部,由维管薄壁细胞、伴胞和筛管分子组成。同一小叶脉内常见有超微结构特征显著不同的两种伴胞:一种伴胞体积小,与维管束鞘细胞接触面较小或不接触,细胞内有大液泡,细胞壁上没有胞间连丝或只有少数不分枝的胞间连丝,这种伴胞为2a型;另一种伴胞体积大,通常位于韧皮部两翼,不含大液泡而含大量小泡,与维管束鞘细胞接触面较大,接触面上有大量具分枝的胞间连丝,分枝部分比未分枝部分直径小,这种伴胞为中间细胞类型。显然,西瓜是小叶脉内兼具两种类型伴胞的植物。Abstract: Minor veins in watermelon leaf blades were studied by transmission electron microscopy.The minor vein was a vascular bundle surrounded by large bundle sheath cells.Xylem parenchyma cells and vessel elements were arranged in a linear form, whereas phloem parenchyma cells, companion cells, and sieve elements aggregated to form the head.Two types of companion cells can be distinguished based on their ultrastructural features.One type (2a type) was smaller, contains larger vacuoles, and possessed few plasmodesmata, which did not branch.The other type was located on both sides of the phloem and contacted the vascular bundle sheath with a large area.This type was typically characterized by the presence of abundant vesicles in cytoplasm and numerous branched plasmodesmata across its walls.These features define the cells as intermediary cells.Therefore, it was proposed that watermelon belongs to plants that possess two types of companion cells in the same minor veins.
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Keywords:
- Watermelon /
- Leaf minor vein /
- 2a type companion cell /
- Intermediary cell
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随着全球降水格局的改变，干旱极端天气频发，同时，农业秸秆的大量焚烧以及工业废气的大量排放导致大气氮沉降量显著增加，干旱和大气氮沉降已成为影响气候变化的全球性问题，也是全球变化生物学研究的热点问题。黄土旱塬区位于我国山西、陕西以及甘肃、宁夏等中西部干旱、半干旱地区，是我国重要的农业生产区。随着全球气候变化，该地区的大气氮沉降量也在逐渐增加。据统计，山西典型旱作农区2011-2015年的大气氮总沉降量为24.05~60.26 kg·N·ha−1·year−1，年均38.9 kg·N·ha−1·year−1[1]，这与当地普遍的干旱气候对植物生长代谢产生了严重的水氮双因子交互胁迫，限制了当地农业生态系统初级生产力的提高，而后者立足于植物光合碳同化能力的增强，可从提高作物光合原料（水、CO2）的扩散传输效率出发，增加叶绿体碳羧化位点的CO2量。
在光合作用过程中，叶内CO2由叶片表面扩散进入叶肉细胞叶绿体Rubisco羧化位点，该过程依次受气孔限制（lsc）、叶肉细胞限制（简称叶肉限制，lm）和生化能力限制（lb）的影响[2]，这三者已被公认为是影响植株光合碳同化的关键限制因子[3]。研究表明，土壤干旱条件下，植株lsc与lm随水分胁迫的增加而增大，而lb则逐渐减小，lsc或lm是植株光合碳同化能力变化的主导限制因子[4-8]。同时，lsc与lm随土壤氮添加而减小，而lb则逐渐增大[9-11]。然而，作为黄土旱塬区重要经济作物，大豆（Glycine max （L.） Merr.）光合限制作用对土壤水、氮及二者交互的响应研究较少，相关机制不清晰。此外，植株光合限制作用与其叶片水分利用效率（WUE）的关系也有大量报道。Barbour和Kaiser[12]发现lm和lsc与WUE紧密相关，我们早期的研究也发现，植株lsc、lm与其内在水分利用效率（WUEint）呈负相关，而lb则与其为正相关[8]。同时，Flexas等[13]认为叶肉导度与气孔导度的比值（即gm/gsc）是提高植株WUE的最佳指标。
在叶片尺度上，作物水分利用效率分为瞬时水分利用效率（WUEins）和内在水分利用效率两类。WUEins为叶片净光合速率（An）与蒸腾速率（E）的比值[14]，表征作物在某个时间节点的水分利用能力，但无法真实地反映作物本身的水分利用特性[15]。WUEint常被用来表征作物水分利用能力，被定义为An与气孔导度（gsw）的比值，反映了作物的水分利用潜力。干旱环境下植株WUE增大，其原因有多种分析[16-19]，普遍认为水分胁迫降低了叶片气孔开度，对水分子扩散施加了更大的气孔阻力[20]，导致E较An的减小程度更大[21, 22]。但大多数研究忽略了光合限制作用对植株光合与蒸腾能力的调控效应。由于lm、lsc和lb均能对植株An产生限制作用，而lsc又主导了gsc（即gsw，因gsw=1.6gsc[23]）变化，故水分胁迫下，植株光合限制作用变化必会对其WUE产生显著影响。我们前期研究揭示了土壤干旱及其与氮添加交互对大豆WUEins、WUEint的生态效应[24]，即土壤干旱下植株WUEins与WUEint均减小，但二者对土壤水-氮交互表现出不同的响应特征。在轻度和重度水分胁迫下，WUEins随氮添加显著减小，而WUEint则先升高后显著降低，但二者在水-氮交互下与植株光合限制作用的关系，以及lm、lsc和lb调控WUE的主次顺序尚不清晰。
高WUE是作物处于干旱逆境的表征，也是其抵御水分胁迫的基础，揭示植株WUE的环境响应机制有助于探究植物逆境生存策略，也是旱作节水农业高质量发展的关键。基于此，本文选取北方旱地大豆为实验材料，以3种光合限制作用为研究对象，探究其对土壤水-氮交互的响应，及其与叶片WUEins和WUEint的相关性，以期为全球变化背景下植物光合碳同化的深入探讨，以及植物水、碳关系的模型分析提供理论基础。
1. 材料与方法
1.1 实验材料与实验设计
本实验在山西农业大学资源环境学院实验站内进行，位于山西省晋中市太谷区（37°12′ N，112°28′ E），海拔764 m。该地区降水分布不均，年均降水量约458 mm，年均气温5 ℃~10 ℃。
选取北方旱地大豆为实验材料，采取盆栽方式进行，所用盆高25 cm，直径31 cm，容积18.9 L，内装填土12 L，盆底安装花盆托以消除盆外土壤的影响。2022年4月初进行大豆播种，每盆播种3粒，播种深度为5 cm，播种后浇足水，直至出苗再浇水。待幼苗长至15 cm进行间苗，每盆保留1~2株幼苗。实验期间对植株喷施植物全营养液以维持其正常生长（每月1次）[24]。盆栽土壤氮（N）、磷（P）、钾（K）含量分别为0.90、2.72和30.31 g/kg。
依据盆栽土壤田间持水量（FC，24.6%，体积比）与当地氮沉降量（38.9 kg·N·ha−1·year−1，即8.3 g·urea·m−2·year−1），设计盆栽实验的控水强度与氮添加水平。控水强度为轻度（MW，土壤含水量（SWC）= 50% FC）和重度水分胁迫（SW，SWC=30% FC）两种，氮添加水平则设置为低氮（LN，7.5 g urea/m2）、中氮（MN，15.0 g urea/m2）和高氮（HN，22.5 g urea/m2），以无水分胁迫、无氮添加处理为对照（CK），每个处理设置3个重复。土壤干旱实验自2022年6月24日-7月21日，持续28 d，期间于2022年7月5日进行土壤氮添加，以喷施尿素水溶液的方式进行。另外，为消除自然降水对实验的影响，所有盆栽植株均置于遮雨棚内（棚长4.5 m，宽3.0 m，高2.1 m，透光率为99%），非干旱期间所有植株充分浇水，以消除水分亏缺的影响。
1.2 研究方法
1.2.1 土壤水势测定
本研究利用土壤水势监测系统（TEROS 21，METER，美国）进行盆栽土壤水势的测定，水势探头横埋于土深15 cm处。实验期间，每天下午17：00-18：00记录土壤水势值，每个处理记录3个水势值。
1.2.2 气体交换测定
选取新生完全舒展叶，借助便携式光合测定仪（Li-6400XT，Lincoln， 美国）测定叶片饱和光下光合值。叶温、相对湿度、叶片水气压亏缺（VPD）分别设定为25 ℃、（60±5）%、1.4 kPa。叶室供CO2浓度为400 µmol CO2/mol，流速300 µmol/s，叶片活化光为1 200 µmol （photon）·m−2·s−1（红光∶蓝光=90∶10）。测定前将叶片置于1 200 µmol （photon）·m−2·s−1活化光下适应25~30 min，待稳定后记录叶片的光合参数。
1.2.3 光合限制因子计算
依据文献报道[3]，叶片饱和光下的碳同化能力等同于其gsc、gm及生化能力（即最大羧化速率，Vcmax）变化之和，计算公式如下：
dAn/An=SCL+MCL+BL=lsc⋅dgsc/gsc+lm⋅dgm/gm+lb⋅dVcmax/Vcmax (1) lsc=(gtot /gsc⋅∂An/∂Cc)/(gtot +∂An/∂Cc) lm=(gtot /gm⋅∂An/∂Cc)/(gtot +∂An/∂Cc) (2) lb=gtot /(gtot +∂An/∂Cc) 式中，SCL、MCL与BL分别为gsc、gm与生化能力对植株饱和光碳同化能力贡献率，SCL与MCL被合称为叶片扩散性限制作用光合贡献率（DL），而MCL及BL被合称为非气孔性限制作用光合贡献率（NSL）[3]。
根据文献[3]，dgsc/gsc、dgm/gm及dVcmax/Vcmax的计算公式如下：
dx/x=(xref−x)/xref (3) 式中，x分别代表gsc、gm或Vcmax，xref为x的对照值。
借助单点法[6, 25]，植株Vcmax可依据如下公式计算：
Vcmax=(An+Rd)(Cc+Km)/(Cc−Γ∗) (4) Km=Kc(1+O/Ko) (5) Cc=Ci−An/gm (6) 式中，Km为Rubisco羧化/氧化常数；Kc为Rubisco对CO2响应的米氏常数；O为Rubisco处的O2分压；Ko是Rubisco对O2的抑制常数。本文Kc、Ko和O分别取其常温（即25 ℃）下的经验值302 μmol/mol、256和198 mmol/mol[26]，而An、gsc和gm数据见文献[24]。
∂ An/∂ Cc计算公式如下：∂An/∂Cc=Vcmax(Km+Γ∗)/(Cc+Km)2 (7) gtot为叶片CO2扩散总导度，其计算公式如下：
gtot=1/(1/gsc+1/gm) (8) gsc=gsw/1.6 (9) 式中，gsw为气孔对H2O导度（mol（H2O）·m−2·s−1）；1.6为大气H2O和CO2的扩散系数比[23]。
1.2.4 叶片解剖结构观测
从用于光合测定的新生完全舒展叶片剪取4.0 mm×1.5 mm的样本，进行固定、脱水、干燥等处理[11]。利用环境扫描电镜Quanta-250（FEI，美国）观测叶片的气孔形态。借助Image J软件测定叶片厚度（Tleaf）、气孔中心开口长度（PL）和宽度（PW），利用椭圆（气孔中心开口近似为椭圆形）面积公式计算叶片的气孔开度（SS）。
1.2.5 土壤养分含量测定
取根际土壤样本进行硝态氮（NO3−-N）、全磷、全钾含量的测定。硝态氮和全磷含量测定分别采用苯酚二磺酸比色法和钼蓝比色法进行，全钾含量采用火焰分光光度计法测定。每处理3个重复。
1.3 数据处理
使用SPSS 17.0软件对不同处理间的光合参数及水分利用效率进行单因素方差分析，使用最小显著性差异法（LSD）进行多重比较。图表数据均为平均值±标准差。
2. 结果与分析
2.1 土壤水势变化
不同控水强度下土壤水势（Ψsoil）变化如图1所示。对照Ψsoil为（−0.03±0.00）MPa，干旱开始后，土壤含水量减少，Ψsoil迅速降低，轻度和重度水分胁迫处理土壤水势分别维持在（−0.52±0.00） MPa和（−1.13±0.01）MPa。
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图 1 不同控水处理土壤水势（Ψsoil）变化CK为对照，MW为轻度水分胁迫，SW为重度水分胁迫。下同。不同小写字母表示不同处理间差异显著（n=3，P<0.05）。Figure 1. Changes in soil water potential (Ψsoil) under different water control treatmentsCK: Control; MW: Moderate water stress; SW: Severe water stress. Same below. Lowercase letters indicate significant differences (n=3, P<0.05).2.2 植株光合限制作用对土壤水、氮变化的响应
土壤干旱及水-氮交互期间，植株lsc、lm与lb的变化见图2。由图可知，土壤干旱期间植株lsc和lm均随水分胁迫加重而增大，且lm远大于lsc，而lb则随水分胁迫降低。统计结果表明，水分胁迫下，植株的lsc和lm较对照显著增加，而lb则减小（P<0.05），但不同胁迫处理（MW和SW）间差异不显著。土壤水-氮交互期间，lsc随氮的添加总体减小，但不同处理（MW×氮添加、SW×氮添加）间差异不显著，而lm和lb在MW×氮添加下均表现出显著的交互差异性（P<0.05），lm随氮的添加先减小后增大，而lb则呈先增后减的变化趋势，SW下lm随氮添加显著增大，而lb则显著减小（P<0.05）。
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图 2 大豆光合相对限制作用随土壤水、氮含量的变化MWLN为轻度水分胁迫，低氮添加；MWMN为轻度水分胁迫，中氮添加；MWHN为轻度水分胁迫，高氮添加；SWLN为重度水分胁迫，低氮添加；SWMN为重度水分胁迫，中氮添加；SWHN为重度水分胁迫，高氮添加。下同。*表示不同处理间在P<0.05水平上（n=3）差异显著，ns表示在该水平下差异不显著。Figure 2. Changes in relative limitations of gsc, gm, and biochemical capacity with soil water and nitrogen in Glycine max seedlingsMWLN: Moderate water stress×low N addition; MWMN: Moderate water stress×medium N addition; MWHN: Moderate water stress×high N addition; SWLN: Severe water stress×low N addition; SWMN: Severe water stress×medium N addition; SWHN: Severe water stress×high N addition. Same below. * indicates significant difference between treatments at P<0.05 (n=3), ns indicates no significant difference at this level.2.3 gsc、gm及生化能力对植株饱和光下光合碳同化的贡献率
植株SCL、MCL和BL随土壤水、氮含量的变化见图3。土壤干旱期间，植株SCL、MCL和BL均随水分胁迫而增大，且在SW下达到最大值（SCL：15.21%；MCL：36.30%；BL：8.37%），MCL远大于SCL和BL，表明土壤干旱情况下，植株饱和光碳同化能力主要受叶肉导度（gm）的影响。在轻度水分胁迫（MW）下，SCL和MCL均随氮的添加先减小后显著增加，而BL虽先增后降，但不同处理间差异并不显著。在重度水分胁迫（SW）下，SCL、MCL和BL均随土壤氮添加而上升，且MCL仍远大于SCL和BL。可见，土壤干旱及水-氮交互期间，植株饱和光碳同化能力主要受gm的影响。此外，由图3可知，植株非气孔性限制贡献率（MCL+BL）远高于其扩散性限制贡献率（SCL+MCL），表明土壤干旱及水-氮交互期间，大豆植株的光合碳同化主要受其非气孔性限制作用（lm和lb）的影响。
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图 3 gsc、gm及生化能力对植株饱和光碳同化贡献率随土壤水、氮含量的变化SCL、MCL和BL分别为gsc、gm和生化能力对叶片dAn/An的贡献率。Figure 3. Changes in contributions of gsc, gm, and biochemical capacity to light-saturated assimilation with soil water and nitrogen in Glycine max seedlingsSCL, MCL, and BL are contributions of gsc, gm, and biochemical capacity to dAn/An, respectively.2.4 光合限制作用与叶片WUE的关系
大豆3种光合限制作用与WUEins和WUEint的相关性如图4所示。由图可知，WUEins和WUEint均与lm呈显著负相关（P<0.05），相关系数（r）分别为–0.875和–0.851，但与lsc均无显著相关性。此外，WUEins和WUEint与lb则呈正相关，相关系数分别为0.786和0.787，其中WUEins与lb显著正相关（P<0.05）。
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图 4 WUEins和WUEint分别与lm（A, B）、lsc（C, D）及lb（E, F）的相关性Figure 4. Relationships of WUEins and WUEint with lm, lsc, and lb, respectively2.5 叶片气孔的解剖特征变化
土壤干旱及水-氮交互期间叶片气孔的形态特征值见表1。由表可知，土壤干旱期间，气孔形态特征参数均减小。其中，气孔密度（Ds）与气孔开度（SS）随水分胁迫的加重而降低。然而，气孔形态受水-氮交互效应的显著影响，且因干旱程度不同而异。在MW下，Ds随土壤氮的添加而增大，而SS则逐渐减小，Ssize随土壤氮的添加先升后降，但Tleaf在不同处理间差异较小；在SW下，Ds随土壤氮的添加逐渐减小，而Ssize、SS、Tleaf则先增大后减小。
表 1 叶片气孔形态特征值Table 1. Anatomical morphological features of leaf stomata处理
Treatment气孔密度
Ds / ind./mm2气孔大小
Ssize / μm2气孔开度
SS / μm2叶片厚度
Tleaf / μmCK 291.7±87.4a 141.2±34.4a 17.8±3.6a 192.7±24.1a MW 266.7±37.3a 141.4±42.2a 14.0±5.3ab 158.6±26.1b SW 250.0±96.2a 129.7±9.7a 8.6±1.5b 160.6±12.1b MWLN 208.3±45.0a 139.0±5.7a 11.3±2.2b 187.3±20.9ab MWMN 215.3±42.9a 147.6±37.5a 7.8±2.0bc 182.6±9.7ab MWHN 233.8±34.2a 103.7±10.8a 4.3±1.2d 192.2±18.8a SWLN 277.8±43.0a 130.4±15.8a 4.6±1.6cd 171.9±16.0ab SWMN 263.9±34.0a 145.3±16.4a 6.1±0.9cd 196.4±12.8a SWHN 222.2±96.2a 114.1±32.6a 2.2±0.1e 170.6±16.1ab 注：MWLN为轻度水分胁迫，低氮添加；MWMN为轻度水分胁迫，中氮添加；MWHN为轻度水分胁迫，高氮添加；SWLN为重度水分胁迫，低氮添加；SWMN为重度水分胁迫，中氮添加；SWHN为重度水分胁迫，高氮添加。同列不同小写字母表示处理间在P<0.05水平上差异显著。下同。 Notes: MWLN: Moderate water stress×low N addition; MWMN: Moderate water stress×medium N addition; MWHN: Moderate water stress×high N addition; SWLN: Severe water stress×low N addition; SWMN: Severe water stress×medium N addition; SWHN: Severe water stress×high N addition.Different lowercase letters in same column indicate significant differences at P<0.05 level. Same below. 2.6 土壤养分含量的变化
不同处理土壤的氮、磷、钾含量变化见表2。结果显示，土壤干旱期间，土壤氮、磷、钾含量均降低，但不同处理间差异不显著。土壤水-氮交互期间，土壤硝态氮（NO3−-N）、全磷、全钾、速效钾的含量均较MW和SW显著增加（P<0.05），尤其是硝态氮和速效钾。MW下，硝态氮含量随土壤氮的添加逐渐增加，而速效钾含量则先降低后显著增加，全磷和全钾含量则无显著变化；与SW相比，SW×氮添加下，土壤硝态氮、全磷、全钾、速效钾的含量均较高，但不同处理间差异不显著。
表 2 不同水氮条件下土壤全氮、硝态氮、全磷、全钾、速效钾含量Table 2. Key soil nutrient content of nitrate N, total P, total K, and available K under different water and nitrogen conditions处理
Treatment全氮
Total nitrogen / g/kg硝态氮
Nitrate nitrogen / mg/kg全磷
Total P / g/kg全钾
Total K / g/kg速效钾
Available K / mg/kgCK 1.12±0.00a 12.4±0.3d 2.49±0.18b 30.3±1.9c 157.4±5.3d MW 1.06±0.15a 11.2±0.5d 2.37±0.15bc 29.5±1.2c 150.4±2.1d SW 1.02±0.14ab 11.0±0.4d 2.22±0.08c 29.0±1.8c 147.4±4.0d MWLN 1.26±0.14a 33.2±0.4c 2.92±0.06a 33.3±0.1b 200.7±30.9c MWMN 0.84±0.00bc 49.1±13.6b 2.91±0.02a 32.7±0.4b 163.3±3.8d MWHN 1.12±0.28a 58.6±4.6a 2.87±0.12a 35.3±0.7a 289.7±5.9a SWLN 1.12±0.00a 44.8±1.9b 2.79±0.29a 32.8±0.5b 239.9±13.2b SWMN 0.70±0.14c 55.3±2.4ab 2.91±0.16a 32.8±0.8b 222.9±6.3bc SWHN 1.12±0.00a 51.1±3.8ab 2.83±0.03a 33.6±0.2ab 240.3±20.0b 3. 讨论
3.1 lm是植株光合与WUE变化的主导限制因子
植物WUE会随着土壤含水量的减少而增加[16-19]，这是因为水分亏缺传递给植物一个信号，致其gsc减小，气孔阻力增大，而光合较蒸腾对gsc的依赖程度更低[23, 27]，故气孔阻力增加使E的减小程度高于其导致的An减小程度[21, 22]，这将极大提高单叶水平上的植株WUE。然而，我们前期研究发现，土壤干旱下，大豆叶片的WUEins和WUEint随水分胁迫的加重不增反降[24]，表明水分亏缺对大豆光合的抑制较其对蒸腾的抑制更显著，也暗示水分亏缺下大豆的WUE除受气孔开闭调节外，还受其他因子的间接作用，如植株gm。有研究发现，gm和gsw均能对植株An和WUEint（即An/gsw）产生显著影响，而gm对WUEins（即An/E）的作用主要是通过调控An实现，并不会对植株E产生直接影响[14]。此外，gm对An的正效应能在一定程度上抵消gsw增加对WUEint的负效应，表明gm主要是通过调控光合碳同化过程来影响植株的WUE。前期研究发现，土壤干旱期大豆gm随水分胁迫的加重而显著减小[24]，导致lm随水分胁迫显著增大，从而限制了植株饱和光下的碳同化能力，使其An随水分胁迫而减小，造成植株WUE的降低。因此，在土壤干旱及其与氮添加的交互作用下，lm连同lsc进一步限制了CO2的叶内扩散路径，导致进入叶绿体羧化位点的CO2量大幅降低，植株光合碳同化能力也显著降低，间接促使WUEins和WUEint随水分胁迫而减小。
此外，本研究结果显示，不同水、氮条件下lm均显著大于lsc，略高于lb，且gm、gsc及生化代谢对植株饱和光下碳同化能力的贡献率（MCL、SCL和BL）依次减小，表明大豆lm为其光合碳同化能力变化的主导限制因子。另一方面，植株An受gsw和gm的双因子限制[3]，导致WUEins和WUEint也受gsc和gm的双重作用。本文中，大豆WUEint和WUEins与lm和lb分别呈显著的负、正相关，与lsc相关性不显著，表明lm的减小能够显著提高植株瞬时和内在水分利用能力，生化代谢能力的增强（即lb减小）则显著抑制其水分利用能力。可见，不同水-氮交互下大豆的水分利用能力主要受其gm与生化代谢能力的显著影响，而气孔开闭的影响较小。另外，lm对大豆饱和光下碳同化能力的贡献率（MCL）远大于lsc与lb的贡献率（SCL与BL），故lm和lb对大豆水分利用能力的限制作用又以lm为主导。
中、低度氮添加可增加植株gsc和gm[24]，以减弱其对植株光合碳同化的影响，此时植株光合碳同化主要受酶活性及激素含量等的调节，但高氮会显著抑制植株gsc和gm，使CO2扩散导度对光合碳同化的影响重新占据主导地位。此外，有报道认为gsc/gm是提高植株WUEint的最佳指标[13, 22, 25]，本研究也发现WUEins和WUEint均与gsc/gm呈显著负相关（附图1
1 ）），表明gsc/gm的变化会对WUEins和WUEint产生显著影响；而gsc/gm又反映了lsc与lm的关系，该比值增大表明lm增大或lsc减小，反之则表明lm减小或lsc增大，由于lsc与WUEins和WUEint均无显著相关性，故WUEins和WUEint主要受lm的限制。3.2 轻度土壤氮添加可通过减小lm而减轻植株水分胁迫
我们前期研究发现，MW下大豆An、E和gsw均随氮的添加先增大后减小，而WUEins和WUEint则显著降低[24]，表明中低度氮添加能够提高MW大豆的An及E，且对E与gsc的提高效果更显著，这源于氮添加增大了（干旱）胁迫下植株气孔尺寸与叶片厚度，为根茎水分运移提供了强大的蒸腾拉力，使E增大，但这也延长了CO2的叶内扩散路径[28]，导致其An减小。此外，较单一水分胁迫处理，MW与氮添加交互显著提高了根际土壤养分含量，增强了根系细胞渗透调节与叶片净光合能力[20, 29]，也改善了作物水肥关系。本研究中，lm随氮添加先减小后增大，表明中低度氮添加还能够降低轻度水分亏缺下植株的lm，从而提高其光合能力。
大豆属于固氮植物，其根部附着的根瘤菌能够进行生物固氮，满足其对氮素营养的需求。有研究发现，水分亏缺可显著降低根瘤数量，削弱其生物固氮效率，而氮添加则会提高干旱条件下植株的元素吸收利用能力以及根瘤菌的固氮效率[30]，从而显著增加根系细胞的渗透势，提高其对土壤水分的吸收和运输能力。本研究中，水-氮交互下，大豆根际土壤养分尤其是硝态氮和速效钾的含量较水分胁迫下显著增加。这可能是水-氮交互促进了亚铵根离子（NH2−）向硝酸根离子的转变，同时，水分胁迫下，氮素添加也促进了植株根际土壤微生物的活性，提高了其对磷素的分解转化效率，增加了根系细胞的渗透势[30]。此外，重度水分胁迫与氮添加交互下，植株的An、E和gsw均随氮的添加而减小[24]，且高度氮添加还显著提高了植株lm，导致其An远小于E和gsw，造成WUEins和WUEint随氮的添加而减小。同时，SW×氮添加植株的根际土壤离子浓度较SW植株的根际土壤显著升高，这会对SW大豆产生严重的高氮（盐）胁迫，造成植株细胞大量失水，其叶片水分利用能力减小。可见，氮添加对土壤干旱的缓解效应会随着胁迫的加重而减弱甚至消失。
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[1] Geiger D R,Giaquinta R T,Sovonick S A,et al.Solute distribution in sugar beet leaves in relation to phloem loading and translocation [J].Plant Physiol,1973,52 (6): 585-589. [2] Hellmann H,Barker L,Funck D,et al.The regulation of assimilate allocation and transport [J].Aust J Plant Physiol, 2000,27 (6): 583-594. [3] Komor E.Source physiology and assimilate transport: the interaction of sucrose metabolism, starch storage and phloem export in source leaves and the effects on sugar status in phloem [J].Aust J Plant Physiol, 2000,27 (6): 497-505. [4] Turgeon R.Phloem loading and plasmodesmata [J].Trends Plant Sci,1996,1: 418-423. [5] Turgeon R.Plasmodesmata and solute exchange in the phloem [J].Aust J Plant Physiol, 2000,27 (6): 521-529. [6] Lalonde S,Tegeder M,Thronbe H M,et al.Phloem loading and unloading of sugars and amino acids [J].Plant Cell Environ, 2003,26: 37-56. [7] Turgeon R,Medville R.Phloem loading.A reevaluation of the relationship between plasmodesmatal frequencies and loading strategies [J].Plant Physiol, 2004,136 (3): 3796-3803. [8] McCaskill A,Turgeon R.Phloem loading in Verbascum phoeniceum L.depends on the synthesis of raffinose family oligosaccharides [J].Proc Natl Acad Sci USA, 2007,104 (49): 19619-19624. [9] 蔡庆生.植物生理学[M].北京: 中国农业大学出版社, 2011: 130-145. [10] Eschrich W,Evert R F,Heyser W.Proteins of the sieve tube exudate of Cucurbita maxima [J].Planta, 1971,100 (3): 208-221. [11] Smith L M,Sabnis D D,Johnson R P C.Immunocytochemical localization of phloem lectin from Cucurbita maxima using peroxidase and colloidal-gold labels [J].Planta,1987,170 (4): 461-470. [12] Clark A M,Jacobsen K R,Bostwich D E,et al.Molecular characterization of a phloem-specific gene encoding the filament protein, phloem protein 1 (PP1), from Cucurbita maxima [J].Plant J,1997,12 (1): 49-61. [13] Zhang B,Tolstikov V,Turnbull C,et al.Divergent metabolome and proteome suggest functional independence of dual phloem transport systems in cucurbits [J].Proc Natl Acad Sci USA, 2010,107(30): 13532-13537. [14] 程志强,刘文革,刘志敏,等.不同倍性西瓜果实维生素C含量比较研究[J].果树学报,2008,25 (5): 760-763. [15] Gamalei Y.Structure and function of leaf minor veins in trees and herbs [J].Trees,1989,3: 96-110. [16] Rennie E A,Turgeon R.A comprehensive picture of phloem loading strategies [J].Proc Natl Acad Sci USA, 2009,106 (33): 14162-14167. [17] 刘林.'富有’柿果实韧皮部胞间连丝研究[J].果树学报, 2012,29 (5): 872-877. [18] Fisher D G.Ultrastructure, plasmodesmatal frequency, and solute concentration in green areas of variegated Coleus blumei Benth.Leaves [J].Planta,1986,169 (2): 141-152. [19] Turgeon R,Hepler P K.Symplastic continuity between mesophyll and companion cells in minor veins of mature Cucurbita pepo L.leaves [J].Planta,1989,179 (1): 24-31. [20] Beebe D U,Turgeon R.Localization of galactinol, raffinose, and stachyose synthesis in Cucurbita pepo leaves [J].Planta,1992,188(3): 354-361. [21] Voitsekhovskaja O V,Rudashevskaya E L,Demchemchenko K N,et al.Evidence for functional heterogeneity of sieve element-companion cell complexes in minor vein phloem of Alonsoa meri-dionalis [J].J Exp Bot, 2009,60(6): 1873-1883. [22] Sauer N.Molecular physiology of higher plant sucrose transporters [J].FEBS Lett,2007,581: 2309-2317. [23] Greutert H,Keller F.Further evidence for stachyose and sucrose/H+ antiporters on the tonoplast of Japanese artichoke (Stachys sieboldii) tubers[J].Plant Physiol,1993,101(4): 1317-1322. [24] Turgeon R,Medville R.The absence of phloem loading in willow leaves [J].Proc Natl Acad Sci USA,1998,95 (20): 12055-12060. [25] Turgeon R.Phloem loading: How leaves gain their independence [J].Bioscience,2006,56: 15-24. [26] Reidel E J,Rennie E A,Amiard V,et al.Phloem loading strategies in three plant species that transport sugar alcohols [J].Plant Physiol,2009,149 (3): 1601-1608.
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